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Scientific Reports 12권, 기사 번호: 7741(2022) 이 기사 인용

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측정항목 세부정보

부적절한 식수의 수질은 주로 어린 아이들에게서 예방 가능한 사망의 주요 원인 중 하나입니다. 오염된 수원을 식별하는 것은 여전히 중요한 과제로 남아 있으며, 특히 자원이 제한된 경우 더욱 그렇습니다. 분변 수질 오염 측정을 위해 WHO가 선호하는 지표인 대장균(E. coli)을 측정하는 현재 방법은 하룻밤 배양을 포함하며 전문 교육이 필요합니다. 2016년 유니세프는 6시간 이내에 현장의 물 샘플에서 낮은 수준의 생존 가능한 대장균을 검출하기 위한 제품 혁신을 장려하기 위해 목표 제품 프로필(TPP)을 발표했습니다. 이러한 과제에 힘입어 우리는 대장균을 검출하고 반정량화하기 위한 파지 기반 분석법을 개발했습니다. 우리는 광범위한 박테리아 균주 라이브러리에 대해 선택된 총 8개의 파지를 포함하는 파지 칵테일을 공식화하고 민감한 NanoLuc 루시퍼라제 리포터와 재조합했습니다. 분석은 사내에서 설계된 미세유체 칩에서 처리되도록 최적화되었으며 케냐 나이로비의 현지 하수 샘플과 식수원에 대해 테스트되었습니다. 미세유체 칩 플랫폼과 결합된 이 분석을 통해 우리는 최소한의 훈련을 받은 인력이 5.5시간 내에 10 MPN/100 mL 미만의 대장균을 검출하고 반정량화하는 완전한 자동화 솔루션을 제안합니다.

안전한 식수에 대한 지속 가능한 접근의 중요성은 빈곤을 줄이고 세계 인구의 건강과 복지를 향상시키는 데 계속해서 중요합니다. 지속 가능한 개발 목표와 안전한 물에 대한 접근성 향상(SDG 6)1에 대한 초점이 진전을 이루었지만 많은 물 공급의 질은 여전히 불확실합니다. 주로 오염된 음식과 물로 인해 발생하는 설사병은 5세 미만 어린이의 사망 원인 중 세계에서 두 번째로 큰 원인으로, 전 세계 사망자의 8%를 차지하며, 사망자의 80%는 남아시아와 사하라 이남 지역에서 발생합니다. 아프리카2. 설사를 유발하는 병원균이 있는지 수질을 검사하는 것은 수백만 명의 웰빙에 필수적입니다.

가장 중요한 미생물 위험 중 하나는 사람이나 동물의 배설물로 오염된 물을 섭취하는 것과 관련이 있습니다3. 대부분의 대장균군은 인간에게 무해하지만 위험한 병원균의 잠재적 존재를 나타 내기 위해 테스트에 활용됩니다. 특히 E. coli는 거의 전적으로 사람과 동물의 배설물에서 파생되고 소수의 병원성 균주(예: O157:H7)4를 포함하므로 지표 유기체의 이상적인 특징을 많이 가지고 있습니다. 분변 지표(대장균군, 내열성 대장균군, 대장균)의 사용은 병원체 존재 위험이 증가했다는 의미일 뿐이라는 점에서 비판을 받아 왔지만 수백 가지의 알려진 수인성 병원체에 대한 모니터링은 여전히 비실용적이며 신속하게 수행하기가 매우 어렵습니다. 그리고 저렴한 비용으로4. 또한 오염 수준에 따라 수인성 감염 위험이 증가하므로 분변 지표의 양에 대한 정보가 필수적입니다.

허용 가능한 박테리아 한도는 WHO3 등에서 정의했으며, 식수로 사용되는 모든 물에는 100mL 샘플에서 검출 가능한 대장균이나 내열성 대장균군 박테리아가 없어야 하며 현재는 대장균이 선호되는 지표로 지정되어 있습니다. 물 샘플에서 대장균군을 검출하기 위해 가장 많이 사용되는 방법은 막 여과, MPN(Most Probable Number) 방법을 사용한 다중 튜브 발효, 황화수소 테스트와 같은 존재/부재 테스트입니다5. 이러한 방법은 테스트당 $0.5~7.5 사이에서 1 CFU/100mL의 감도를 달성할 수 있지만, 종종 힘들고, 전문적인 직원 교육이 필요하며, 현장에서 사용하기 어렵고, 일반적으로 밤새도록 긴 배양 시간이 필요합니다6. 어떤 테스트도 8시간 이내에 물 속의 낮은 수준의 생존 가능한 대장균을 신속하게 검출할 수 없습니다.

109 PFU/mL) and low luminescence background that induce the expression of a high luminescence signal relatively fast (< 3 h) and that are stable at 4 °C. For example, reporter phage Phi7 and T7 have similar luminescence-based host ranges; however, T7 yielded a positive luminescence signal two hours faster and was selected over phage Phi7. The titer of phage T2 decreased by a couple of logs over the course of a few weeks during storage at 4 °C and was not pursued as a candidate for the cocktail. Similarly, the titer of phage T6 was found to decrease during centrifugation steps and was also deprioritized in favor of other phages with better stability during purification. Finally, phage Phi6 was removed early in the process due to poor purification efficiency resulting in high luminescence background levels./p> 1000) or in triplicate (MPN values < 1000) to generate a range of cell concentrations for testing (Fig. 5b)./p> 100./p> 100 E. coli MPN/100 mL (very high contamination). This calibration curve is dependent on the quality of the phage reagents (titer, purity) and would have to be determined for each phage cocktail production lot./p>

109 PFU/mL) were treated with sodium azide (0.05%) to create a storage phage stock solution. Finally, a phage cocktail solution was prepared by mixing stock solutions of eight phages in TSB (each at final concentration 1:80 from stock) and stored at 4 °C until ready to use. The phage titers were stable for at least 6 months./p> 108 PFU/mL) was added to appropriate wells (final well composition: TSB with 10 mM MgCl2, 2 mM CaCl2, 50 mM Tris–HCl pH 7.5). The plate was incubated for an additional 3 h, after which 100 µL of the culture was transferred to a white 96-well plate, mixed 1:1 with NanoGlo substrate, and incubated at room temperature for 3 min before reading using a plate reader (BioTek Synergy H1, 1 mm read height, 1 s integration)./p> 107 (250 µL). The chip was further incubated (37 °C, 3 h) to allow for phage infection. Vacuum was then applied to transfer the produced NanoLuc-CBM enzyme from the PVDF membrane to the nitrocellulose (NT) capture membrane. Finally, Nano-Glo substrate (75 µL) was added to the chamber below the NT membrane. Luminescence was read immediately, using a custom-built detection assembly with a photomultiplier tube (ET Enterprises, Ltd., Uxbridge, UK)22. The Aquasafe® WSL50 Pro membrane filtration kit (Wagtech Projects Ltd., Thatcham, UK) was used to quantify CFU's within the river samples, and the Quanti-Tray/2000 system (IDEXX, Westbrook, ME) was used to determine MPN in sewage samples./p>